Manuais do Centro de Saúde do Estudante

Fins e Âmbito

O teste Kirby-Bauer, conhecido como método de difusão em disco, é o teste de susceptibilidade aos antibióticos mais amplamente utilizado na determinação da escolha dos antibióticos que devem ser utilizados no tratamento de uma infecção. Este método baseia-se na inibição do crescimento bacteriano medido em condições padrão. Para este teste, um meio de cultura, especificamente o ágar Mueller-Hinton, é uniformemente e assepticamente inoculado com o organismo teste e depois são colocados no meio discos de papel filtrante, que são impregnados com uma concentração específica de um determinado antibiótico. O organismo irá crescer na placa de ágar enquanto o antibiótico “funciona” para inibir o crescimento. Se o organismo for susceptível a um antibiótico específico, não haverá crescimento em torno do disco que contém o antibiótico. Assim, uma “zona de inibição” pode ser observada e medida para determinar a susceptibilidade a um antibiótico para esse organismo em particular. A medição é comparada com os critérios estabelecidos pelo Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI). Com base nos critérios, o organismo pode ser classificado como Resistente (R), Intermédio (I) ou Susceptível (S).

Princípio do método:

O meio utilizado neste teste tem de ser o ágar Mueller-Hinton (15x150mm) porque é um ágar que é minuciosamente testado quanto à sua composição e ao seu nível de pH. Além disso, a utilização deste ágar assegura que as zonas de inibição podem ser reproduzidas a partir do mesmo organismo, e este ágar não inibe as sulfonamidas. O próprio ágar também deve ter apenas 4mm de profundidade. Isto assegura ainda a padronização e reprodutibilidade.

O tamanho do organismo inoculado também deve ser padronizado (utilizando o padrão MCFarland 0,5 Latex com a Carta de Wickersham. As razões são porque se o tamanho do inóculo for demasiado pequeno, a zona de inibição será maior do que é suposto ser (“os antibióticos terão uma vantagem distinta”) e se o inóculo for demasiado grande, a zona de inibição será mais pequena.

Requisito de Espécimen:

Colónias bem isoladas apenas da placa de ágar BAP.

Controlo de Qualidade:

p>Executar o Controlo de Qualidade semanal para os discos antimicrobianos através da criação da cultura de reserva de E. coli (ATCC 25922), S. aureus (ATCC 25923) e E. coli (ATCC 35216) Kirby Bauer sensibilidades usando o procedimento especificado para “Preparação da Suspensão Bacteriana”. Os tamanhos das zonas devem ser os seguintes:br>

E. coli (ATCC 35216)

br>>p>Augmentin (AmC30) 17-22 mmbr>>p>Reagentes e Suprimentos:

Placas de ágar Hinton 50×150 mm

Discos de Susceptibilidade de Diagnóstico de Hardy (vários antimicrobianos como no CQ acima)

Incubadora C

P>P>Tiras de poliéster estéril ou cotonetes

p>Discos de Susceptibilidade de Diagnóstico de Hardy

McFarland Latex 0.5 Cartão Standard e Wickerham

Calipers, régua, ou modelo para medir os diâmetros das zonas inibitórias.

Procedimento:

  • Preparação de Suspensão Bacteriana
  1. Remover um Soro de Diagnóstico Hardy 0,85%, tubo de 1,8mL da caixa, rotular com o nome do paciente e colocar num suporte de tubos de ensaio.
  2. Utilizando um laço de 1ul, apanhar várias colónias isoladas da superfície do ágar.
  3. Immerse o laço num tubo salino rotulado. Vortex.
  4. Utilizando um Cartão Wickerham e um vórtice McFarland Latex 0,5 padrão, compare a turbidez do tubo salino inoculado com o Padrão. Se a turbidez for comparável, proceder com a inoculação da Placa Mueller Hinton. Caso contrário, ajustar a turbidez adicionando mais colónias isoladas da mesma forma se a turbidez for inferior ao padrão ou mais salina se a turbidez for maior. Quando a turbidez for comparável ao padrão, proceder à inoculação da placa Mueller Hinton rotulada.
  5. li> A suspensão bacteriana deve ser utilizada dentro de 6 h após a preparação. Se não for utilizada imediatamente após a preparação, agitar vigorosamente para ressuspender as bactérias imediatamente antes da utilização.

    >li>B. Inoculação de Agar Mueller Hinton

Permitir que as placas cheguem à temperatura ambiente antes da utilização.

  1. Mergulhar um cotonete esterilizado na suspensão bacteriana. Para remover o excesso de líquido, rodar o cotonete várias vezes com uma pressão firme na parede interior do tubo acima do nível do líquido.
  2. Utilizando o cotonete, estripar a placa de ágar Mueller-Hinton para formar um relvado bacteriano.
  3. Para obter um crescimento uniforme, estripar a placa com o cotonete numa direcção, rodar a placa 90° e estripar novamente a placa nessa direcção.
  4. Repetir esta rotação 3 vezes.
  5. Permitir que a placa seque durante aproximadamente 5 minutos.
  6. Utilizar um Dispensador de Discos Antibióticos para distribuir discos contendo antibióticos específicos sobre a placa.
  7. Utilizar paus ou loops estéreis, pressionar suavemente cada disco ao ágar para garantir que o disco é fixado ao ágar.
  8. As placas devem ser incubadas durante a noite a uma temperatura de incubação de 37°C.

C. Tamanhos de Zona de Leitura e Interpretação

  1. Após a incubação nocturna, medir os tamanhos da zona (área sem crescimento em torno do disco) em milímetros, utilizando uma régua ou um modelo.
  2. Introduzir os tamanhos da zona no registo de sensibilidades de Kirby Bauer juntamente com a informação dos pacientes.
  3. Interpretar os resultados como Resistente, Intermédio ou Sensível para cada antimicrobiano, de acordo com as gamas listadas no registo para as hastes Enteric gram negativas.
  4. Introduzir os resultados (R, I ou S) no LIS.
  5. Para as espécies de Staph que são resistentes à Cefoxitina (Oxacillin), a Penicilina e a Cefazolina serão relatadas como “não eficazes para MRSA”.

Limitações

Este sistema é apenas configurado para varas enteric grama negativas ou para um Staph aureus gram positivo cocci. Portanto, certifique-se de que o organismo gram negativo está a fermentar em lactose, e oxidase negativa antes da instalação.

Non-enterics, estreptococos/enterocococos, varas gram positivas e cocos gram negativos devem ser enviados para Quest se forem necessárias sensibilidades.

BD BBL Prompt Inoculation System Pkg insert #5308-10 Rev 06/2010

Bauer, A.W, W.M.M. Kirby, J.C. Sherris, e M. Turck. 1966. Antibiotic

teste de susceptibilidade através de um método de disco único padronizado. Am. J. Clin.

Pathol. 45:493 496.