Manuels des centres de santé étudiants

Objectif et portée :

Le test de Kirby-Bauer, connu sous le nom de méthode de diffusion sur disque, est l’antibiogramme le plus utilisé pour déterminer le choix des antibiotiques à utiliser lors du traitement d’une infection. Cette méthode repose sur l’inhibition de la croissance bactérienne mesurée dans des conditions standard. Pour ce test, un milieu de culture, plus précisément la gélose Mueller-Hinton, est uniformément et aseptiquement inoculé avec l’organisme à tester, puis des disques de papier filtre, imprégnés d’une concentration spécifique d’un antibiotique particulier, sont placés sur le milieu. L’organisme va se développer sur la plaque de gélose tandis que l’antibiotique « agit » pour inhiber la croissance. Si l’organisme est sensible à un antibiotique spécifique, il n’y aura pas de croissance autour du disque contenant l’antibiotique. Ainsi, une « zone d’inhibition » peut être observée et mesurée pour déterminer la sensibilité à un antibiotique pour cet organisme particulier. La mesure est comparée aux critères établis par le Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI). Sur la base de ces critères, l’organisme peut être classé comme étant résistant (R), intermédiaire (I) ou sensible (S).

Principe de la méthode :

Le milieu utilisé dans ce test doit être la gélose Mueller-Hinton (15x150mm) car c’est une gélose dont la composition et le pH sont testés de manière approfondie. De plus, l’utilisation de cette gélose garantit que les zones d’inhibition peuvent être reproduites à partir du même organisme, et cette gélose n’inhibe pas les sulfamides. La gélose elle-même doit également avoir une profondeur de 4 mm seulement. Cela garantit encore plus la standardisation et la reproductibilité.

La taille de l’organisme inoculé doit également être standardisée (en utilisant l’étalon en latex MCFarland 0,5 avec la carte Wickersham. Les raisons sont les suivantes : si la taille de l’inoculum est trop petite, la zone d’inhibition sera plus grande que ce qu’elle est censée être ( » les antibiotiques auront un avantage distinct « ) et si l’inoculum est trop grand, la zone d’inhibition sera plus petite.

Exigence en matière de spécimen :

Colonies bien isolées de la plaque de gélose BAP uniquement.

Contrôle de qualité:

Faire un contrôle de qualité hebdomadaire pour les disques antimicrobiens en mettant en place la culture mère d’E. coli (ATCC 25922), S. aureus (ATCC 25923) et E. coli (ATCC 35216) sensibilités Kirby Bauer en utilisant la procédure spécifiée pour la « Préparation de la suspension bactérienne ». Les tailles des zones doivent être les suivantes :

E. coli (ATCC 35216)

Augmentin (AmC30) 17-22 mm

Réactifs et fournitures :

Plaques de gélose de Mueller Hinton 50×150 mm

Disques de susceptibilité de Hardy Diagnostics (divers antimicrobiens comme dans le CQ ci-dessus)

Incubateur 37 C

Tiges de polyester ou de coton stériles

Tubes de sérum physiologique de Hardy Diagnostics

McFarland Latex 0.5 Standard et carte Wickerham

Calipers, règle ou gabarit pour mesurer les diamètres des zones inhibitrices.

Procédure:

  • Préparation de la suspension bactérienne
  1. Sortir un tube de sérum physiologique Hardy 0,85%, 1,8mL de la boîte, l’étiqueter avec le nom du patient et le placer dans un support de tubes à essai.
  2. À l’aide d’une anse de 1ul, prélever plusieurs colonies isolées sur la surface de la gélose.
  3. Immersion de l’anse dans un tube de solution saline étiqueté. Vortexer.
  4. À l’aide d’une carte Wickerham et d’un standard McFarland Latex 0,5 vortexé, comparer la turbidité du tube salin inoculé avec le standard. Si la turbidité est comparable, procéder à l’inoculation de la plaque de Mueller Hinton. Sinon, ajustez la turbidité en ajoutant plus de colonies isolées de la même manière si la turbidité est inférieure au standard ou plus de solution saline si la turbidité est supérieure. Une fois que la turbidité est comparable à la norme, procéder à l’inoculation de la plaque de Mueller Hinton étiquetée.
  5. La suspension bactérienne doit être utilisée dans les 6 h suivant sa préparation. Si elle n’est pas utilisée immédiatement après la préparation, agiter vigoureusement pour remettre en suspension les bactéries juste avant l’utilisation.
  • B. Inoculation de la gélose Mueller Hinton

Laisser les plaques venir à température ambiante avant de les utiliser.

  1. Plonger un coton-tige stérile dans la suspension bactérienne. Pour éliminer l’excès de liquide, faire tourner l’écouvillon plusieurs fois en exerçant une pression ferme sur la paroi intérieure du tube au-dessus du niveau du liquide.
  2. A l’aide de l’écouvillon, strier la plaque de gélose Mueller-Hinton pour former une pelouse bactérienne.
  3. Pour obtenir une croissance uniforme, strier la plaque avec l’écouvillon dans une direction, faire tourner la plaque de 90° et strier à nouveau la plaque dans cette direction.
  4. Répéter cette rotation 3 fois.
  5. Laisser la plaque sécher pendant environ 5 minutes.
  6. Utiliser un distributeur de disques antibiotiques pour distribuer des disques contenant des antibiotiques spécifiques sur la plaque.
  7. À l’aide de bâtonnets ou de boucles stériles, appuyez doucement sur chaque disque sur la gélose pour vous assurer que le disque est fixé à la gélose.
  8. Les plaques doivent être incubées pendant la nuit à une température d’incubation de 37°C.

C. Lecture et interprétation des tailles de zone

  1. Après incubation pendant la nuit, mesurez les tailles de zone (zone d’absence de croissance autour du disque) en millimètres à l’aide d’une règle ou d’un gabarit.
  2. Entrez les tailles de zone dans le journal des sensibilités Kirby Bauer avec les informations sur les patients.
  3. Interprétez les résultats comme Résistant, Intermédiaire ou Sensible pour chaque antimicrobien selon les fourchettes indiquées sur le journal pour les bâtonnets Gram négatif entériques.
  4. Entrez les résultats (R, I ou S) dans le SIL.
  5. Pour les espèces de staphylocoques qui sont résistantes à la céfoxitine (oxacilline), la pénicilline et la céfazoline seront signalées comme « inefficaces pour le SARM ».

Limitations

Ce système n’est configuré que pour les bâtonnets gram négatifs entériques ou un cocci gram positif de Staph aureus. Par conséquent, assurez-vous que l’organisme gram négatif fermente le lactose,et qu’il est négatif à l’oxydase avant de le configurer.

Les organismes non entériques, les streptocoques/entérocoques, les bâtonnets gram positifs et les cocci gram négatifs doivent être envoyés à Quest si des sensibilités sont nécessaires.

BD BBL Prompt Inoculation System Pkg insert #5308-10 Rev 06/2010

Bauer, A.W., W.M.M. Kirby, J.C. Sherris, et M. Turck. 1966. Test de susceptibilité aux antibiotiques

par une méthode normalisée à un seul disque. Am. J. Clin.

Pathol. 45:493 496.